ISSN 2477-9458
BOLETÍN DEL
CENTRO DE
INVESTIGACIONES
BIOLÓGICAS
DINÁMICA REPRODUCTIVA DEL CANGREJO (CALLINECTES
DANAE) (DECAPODA: PORTUNIDAE) DE LA ISLA DE
MARGARITA, VENEZUELA.
Idar quijada, Leo Walter González, Nora Eslava y Francisco
Guevara ………………………………………........................................
112
LA HARINA DE LOMBRIZ DE TIERRA (EISENIA FETIDA) COMO
ALTERNATIVA PROTEICA EN EL ENGORDE DE PRE-
JUVENILES DEL CAMARÓN PENAEUS VANNAMEI.
Ángela Zambrano, Rodolfo Panta-Vélez, Juan Vélez, Vanessa
Acosta y Fernando Isea-León……………………………….....
134
RIQUEZA Y COMPOSICIÓN DE LA AVIFAUNA DEL MANGLAR
CAPITAN CHICO, MARACAIBO, VENEZUELA.
Sonsirée Ramírez, Enrique Narváez y Anderson Saras......................
149
¿QUÉ SABEMOS DE LAS ESPECIES EXÓTICAS EL TEJEDOR
AFRICANO (PLOCEUS CUCULLATUS), LA MONJITA (LONCHURA
MALACCA) Y LA ALONDRA (LONCHURA ORYZIVORA) EN
VENEZUELA?
Cristina Sainz-Borgo……………………………....................................
165
FLORÍSTICA Y ESTRUCTURA DE LOS BOSQUES RIBEREÑOS
DEL HUMEDAL LAGUNA OJO DE AGUA, LA URBANA,
MUNICIPIO CEDEÑO, ESTADO BOLÍVAR, VENEZUELA.
Wilmer Díaz-Pérez, Nathalit Mojica y Judith Rosales……….………
186
Vol.55, N0 2, Julio-Diciembre 2021
Pp. 112- 311.
UNA REVISTA INTERNACIONAL DE BIOLOGÍA
PUBLICADA POR LA
UNIVERSIDAD DEL ZULIA, MARACAIBO, VENEZUELA
ISSN 2477-9458
BOLETÍN DEL
CENTRO DE
INVESTIGACIONES
BIOLÓGICAS
NUEVAS ESPECIES DE PARACYMUS THOMSON, 1867
(COLEOPTERA: HYDROPHILIDAE: LACCOBIINI). PARTE
II: NUEVOS REGISTROS DE VENEZUELA.
Mauricio García……………………………….…….………
199
EFECTO TÓXICO DEL Ni(II) SOBRE LA ACTIVIDAD DE LA
UREASA EN UN LODO ANAERÓBICO GRANULAR.
Julio Marín, Karelis Fernández, Laugeny Díaz y Nancy Angulo…...
222
NOTAS SOBRE LA FAMILIA TORRIDINCOLIDAE EN
VENEZUELA (INSECTA: COLEOPTERA).
Mauricio García...................................................................................
240
PHANOCERUS GUAQUIRA NUEVA ESPECIE DE ESCARABAJO
ACUÁTICO (COLEOPTERA: ELMIDAE) DE YARACUY,
VENEZUELA.
María Leal-Duarte, Alfredo Briceño-Santos y José Elí Rincón
Ramírez................................................................................................
254
INSTRUCCIONES A LOS AUTORES…………………………………...…
262
INSTRUCTIONS FOR AUTHORS.………………………….………………
302
Vol.55, N0 2, Julio-Diciembre 2021
Pp. 112- 311.
UNA REVISTA INTERNACIONAL DE BIOLOGÍA
PUBLICADA POR LA
UNIVERSIDAD DEL ZULIA, MARACAIBO, VENEZUELA
222
EFECTO TÓXICO DEL NI(II) SOBRE LA ACTIVIDAD DE LA UREASA EN UN
LODO ANAERÓBICO GRANULAR
Julio Marín1,*, Karelis Fernández1, Laugeny Díaz2, Nancy Angulo3
1Departamento de Ingeniería Sanitaria y Ambiental (DISA), Escuela de
Ingeniería Civil, Facultad de Ingeniería, Universidad del Zulia, Maracaibo,
Venezuela. Julio Marín, https://orcid.org/0000-0003-2770-5978. *Autor de
correspondencia: jmarin@fing.luz.edu.ve
2Laboratorio de Microorganismos Fotosintéticos, Departamento de Biología,
Facultad Experimental de Ciencias, Universidad del Zulia, Maracaibo,
Venezuela. Laugeny Díaz, https://orcid.org/0000-0002-82-63-081X.
3Centro de Investigación del Agua (CIA), Facultad de Ingeniería, Universidad
del Zulia, Maracaibo, Venezuela. Nancy Angulo, https://orcid.org/0000-0001-
6850-8706.
RESUMEN
La entrada de sustancias tóxicas como metales, metaloides y otros, en los sistemas de
tratamiento biológico de aguas residuales ocasiona la inhibición de la actividad
microbiana, conduciendo a la disminución de la eficiencia de remoción de
contaminantes. Ante esta situación, se pueden implementar ciertas técnicas para
comprobar la estabilidad fisiológica microbiana, como la medición de la actividad
enzimática, la cual es altamente sensible, confiable y representativa ante los cambios
ocurridos en los biorreactores. En este trabajo se evaluó el efecto tóxico del níquel
(Ni) sobre la actividad de la ureasa en un lodo anaeróbico granular, mediante ensayos
de laboratorio a condiciones mesofílicas. Se utilizaron 5 reactores alimentados con
agua residual sintética que contenía concentraciones de 0 (control); 0,5 (R1); 10 (R2);
50 (R3) y 100 (R4) mgNi(II)/L, aplicando un tiempo de retención hidráulico de 24 h
durante 30 d. Cada 3 d se cuantificaron los niveles de pH, alcalinidad total, demanda
química de oxígeno, volumen de biogás y metano, inhibición de la producción de
metano (IPM) y actividad de la ureasa. El incremento de las concentraciones de Ni(II)
condujo a la disminución significativa (p<0,001) de actividad de la ureasa, desde 1,21
(control) hasta 0,27 (R4) mg/dL, acompañado del aumento de la IPM hasta 13,3 %.
Se evidenció el efecto tóxico de Ni(II) sobre el estado fisiológico de los
microorganismos anaerobios presentes en el lodo granular, con inhibición de
actividad de la ureasa y afectación del proceso de digestión anaeróbica, lo cual reduce
la eficiencia de estos sistemas de tratamiento biológico.
Palabras clave: actividad enzimática; aguas residuales; demanda química de
oxígeno; inhibición microbiana; producción de metano; tratamiento biológico.
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239
DOI: http://www.doi.org/10.5281/zenodo.5781246
Efecto del Níquel en la ureasa.
223 Julio Marín et al.
TOXIC EFFECT OF NI(II) ON UREASE ACTIVITY IN A ANAEROBIC
GRANULAR SLUDGE
ABSTRACT
The entrance of toxic substances such as metals, metalloids and others into biological
wastewater treatment systems causes the inhibition of microbial activity, leading to a
decrease in the efficiency of pollutant removal. Therefore, certain techniques can be
implemented to check the physiological stability of microorganisms, such as the
measurement of enzymatic activity, which is highly sensitive, reliable and
representative to the changes that occur in bioreactors. In this work, the toxic effect of
nickel (Ni) on urease activity was evaluated in a granular anaerobic sludge, through
laboratory tests at mesophilic conditions in batch reactors. Five reactors fed with
synthetic wastewater containing concentrations of 0 (control), 0.5 (R1),10 (R2), 50
(R3) and 100 (R4) mgNi(II)/L were used, applying a hydraulic retention time of 24 h
for 30 d. Every 3 d the levels of pH, total alkalinity, chemical oxygen demand,
volume of biogas and methane, inhibition of methane production (IMP) and urease
activity were quantified. The increase in Ni(II) concentrations led to a significant
decrease (p<0.001) in urease activity, from 1.21 (control) to 0.27 (R4) mg/dL,
accompanied by an increase in IMP up to 13.3 %. The toxic effect of Ni(II) on the
physiological state of anaerobic microorganisms present in the granular sludge was
evidenced, with urease activity inhibition and impairment of anaerobic digestion
process, which reduces the efficiency of these biological treatment systems.
Keywords: biological treatment; chemical oxygen demand; enzymatic activity;
methane production; microbial inhibition; wastewaters.
Recibido / Received: 08-10-2021 ~ Aceptado / Accepted: 22-11-2021
INTRODUCCIÓN
La digestión anaeróbica es un proceso catabólico llevado a cabo por un consorcio
microbiano en el que el aceptor final de la cadena transportadora de electrones es una
molécula inorgánica oxidada diferente al oxígeno (p. ej. NO3-, SO4-2, CO2, metales y
otros), y en el que se genera biogás (mezcla gaseosa de CH4, CO2, N2, O2, H2 y
H2S) (Madigan et al. 1998; Lorenzo y Obaya 2005; Amin et al. 2020). Este proceso
se lleva a cabo mediante las siguientes etapas (Figura 1): i) hidrólisis: las bacterias
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239 224
hidrolíticas descomponen los carbohidratos complejos, lípidos y proteínas en
azúcares, ácidos grasos y aminoácidos simples y solubles, respectivamente. Esta
etapa se lleva a cabo mediante la actividad sincronizada de bacterias
filogenéticamente diversas, que actúan tanto como productoras de enzimas
hidrolíticas como ejecutoras de hidrólisis (Li et al. 2019); ii) acidogénesis: los
componentes formados durante la hidrólisis se dividen aún más durante esta etapa,
siendo transformados a ácidos grasos volátiles por bacterias acidogénicas (o
fermentativas), junto con NH3, CO2, H2S y otros subproductos (Appels et al. 2008);
iii) acetogénesis: las bacterias acetogénicas descomponen los alcoholes y ácidos
grasos volátiles en acetato, formiato, H2 y CO2, que luego son utilizados por los
metanógenos (Amani et al. 2010; Wang et al. 2018); y iv) metanogénesis: se produce
CH4 por dos grupos de bacterias metanogénicas; el primer grupo divide el acetato en
CH4 y CO2, mientras que el segundo utiliza H2 como donador de electrones y CO2
como aceptor para producir CH4 (Appels et al. 2008).
Figura 1. Esquema del proceso de digestión anaeróbica de materia orgánica
(modificado de Amin et al. 2020).
Proteínas
HIDRÓLISIS
Desechos
orgánicos
Ácidos grasos de
cadena larga Aminoácidos Azúcares
Propionato
Butirato
Valerato
Hidrógeno
Dióxido de
carbono
Acetato
Ácido acético
Metano
Agua
Metano
Dióxido de
carbono
ACIDOGÉNESIS
ACETOGÉNESIS
METANOGÉNESIS
Lípidos Carbohidratos
Bacterias anaerobias
facultativas
Bacterias
acidogénicas
Bacterias
acetogénicas
Archaea
metanogénica
Bacterias homoacetogénicas
Bacterias sintróficas
oxidadoras de acetato
Metanógenos
hidrogenotróficos
Metanógenos
acetoclásticos
Efecto del Níquel en la ureasa.
225 Julio Marín et al.
La urea formada durante la biodegradación inicial de compuestos nitrogenados
(p. ej. proteínas y ácidos nucleicos) es hidrolizada por la ureasa (urea amidohidrolasa,
EC 3.5.1.5) a amoniaco y ácido carbámico (Kappun et al. 2018; Mazzei et al. 2020;
Svane et al. 2020); este ácido se hidroliza espontáneamente y genera ácido carbónico
y una segunda molécula de amoniaco (Figura 2). El sitio activo de la ureasa consta,
además de los dos átomos de níquel (Ni), de una lisina carbamilada, cuatro histidinas
y un residuo de aspartato. La lisina carbamilada une los dos átomos de Ni, con Ni-1
coordinado adicionalmente por dos histidinas y Ni-2 por las otras dos histidinas y por
el residuo de aspartato. Además, un ion hidróxido une los dos átomos de Ni, qué,
junto con otras tres moléculas de agua terminales, forman un grupo tetraédrico de
agua con enlaces H en el sitio activo (Mazzei et al. 2017; Kappaun et al. 2018). Si
bien, el Ni actúa como cofactor de la ureasa, también resulta tóxico para el
crecimiento microbiano, ya que puede: i) reemplazar el metal esencial en las
metaloproteínas, ii) unirse a los residuos catalíticos de las no metaloenzimas, iii)
unirse fuera del sitio catalítico de una enzima para inhibirla alostéricamente, y iv)
provocar indirectamente estrés oxidativo (Macomber y Hausinger 2011; Genchi et al.
2020). En este sentido, Peters et al. (2014) reportaron concentraciones efectivas
(CE50) para la microalga Chlorella sp. Entre 0,212 y 2,640 mgNi/L, mientras que Le
y Dao (2016) encontraron concentraciones letales (CL50) entre 0,302 y 0,726 mgNi/L
para el microcrustáceo Daphnia lumholtzi.
Figura 2. Reacción general de hidrólisis de la urea catalizada por la ureasa
(modificado de Mazzei et al. 2020; Svane et al. 2020).
Muchos residuos líquidos industriales contienen cantidades importantes de
sustancias potencialmente tóxicas como Ni y otros metales y no metales (p. ej.
industrias metalmecánicas, tenerías, galvanizado y cromado, pintura, plásticos,
baterías, entre otras) (Nemerow y Dasgupta 1998). Dichos componentes a menudo
Ureasa
Urea Ácido carbámico Ácido carbónico
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239 226
pueden causar dificultades en los procesos de tratamiento biológico de aguas
residuales, particularmente en la etapa de nitrificación/desnitrificación debido a la
inhibición microbiana (Juliastuti et al. 2003; Appels et al. 2008), y pueden dificultar
la eliminación de lodos. El efecto de metales, y de elementos químicos relacionados,
en los procesos de tratamiento biológico de aguas residuales y lodos, ha sido
ampliamente discutido en la literatura (Nemerow y Dasgupta 1998; Zayed y Winter
2000; Juliastuti et al. 2003; Mudhoo y Kumar 2013; Tsapekos et al. 2018; Genchi et
al. 2020). Si bien muchas enzimas y coenzimas dependen de una cantidad mínima de
ciertas trazas de metales para su activación y actividad, cuando están presentes en
grandes cantidades, provocan un efecto inhibidor o tóxico sobre los microorganismos
(Appels et al. 2008).
En el presente trabajo se evaluó el efecto tóxico del Ni(II) sobre la actividad de la
ureasa en un lodo anaeróbico granular, mediante ensayos de laboratorio bajo
condiciones mesofílicas en reactores por carga. Se describe el comportamiento de las
variables operacionales que incluyen la remoción de materia orgánica, volumen de
biogás y proporción de metano, así como inhibición de la producción de metano, de
las concentraciones desde 0 hasta 100 mgNi(II)/L, con la finalidad de establecer su
influencia sobre la eficiencia del proceso de digestión anaeróbica en los sistemas de
tratamiento biológico de aguas y lodos residuales.
MATERIALES Y MÉTODOS
Sistema experimental
Se utilizaron simultáneamente 5 reactores de 500 mL (matraces Erlenmeyer)
inoculados con 100 mL de un lodo anaeróbico granular procedente de un reactor de
manto de lodo de flujo ascendente instalado en una industria cervecera de la ciudad
de Maracaibo, y alimentados diariamente (tiempo de retención hidráulico, TRH, de
24 h) con 400 mL de agua residual sintética. Estos reactores se encontraban acoplados
herméticamente a cilindros graduados de 500 mL contenidos en una trampa de biogás
con agua acidificada (H2SO4 0,1 N), para reducir la solubilidad del CO2 (Fernández
1993), mediante los cuales se registraba el volumen de biogás producido durante el
tratamiento (Figura 3). La temperatura de experimentación se mantuvo a 37,0±0,5°C;
utilizando un baño de agua GEMMY modelo YCW-03S sin agitación.
Efecto del Níquel en la ureasa.
225 Julio Marín et al.
Figura 3. Sistema experimental de reactores anaeróbicos por carga (C, control; R1;
R2; R3 y R4), usado para evaluar el efecto del Ni(II) sobre la actividad de la ureasa.
En 4 de los reactores se aplicaron concentraciones de Ni(II) de 0,5 (R1); 10 (R2);
50 (R3) y 100 (R4) mg/L a partir de nitrato de níquel (Ni(NO3)2.6H2O, Merck,
Alemania); el quinto reactor fungió como control sin metal. El recambio del agua
residual sintética se realizaba manualmente, inclinando los matraces cuidadosamente,
sin dejar salir el lodo granular y reponiendo el volumen con una porción nueva de
agua residual.
Agua residual sintética
El agua residual sintética se preparó según Chacín (1993), incluyendo glucosa
(Merck, Alemania) como única fuente de carbono, para aplicar una carga orgánica de
3 kgDQO/m3.d en los reactores. Las condiciones experimentales en el sistema de
ensayo, se detallan en la Tabla 1. Antes de iniciar las mediciones de los parámetros
operacionales, los reactores se aclimataron a las condiciones experimentales durante
10 d.
Recolectores de biogásReactores por carga
Lodo anaeróbico granular
Trampa de agua
destilada acidificada
Baño de agua: 37,00,5 C
C
R1
R2
R3
R4
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239 228
Tabla 1. Condiciones experimentales en los reactores anaeróbicos por carga provistos
de lodo granular.
Reactor
Carga orgánica
(kgDQO/m3.d)
Ni(II)
(mg/L)
Días de
experimentación
Control
3
0
30
R1
3
0,5
30
R2
3
10
30
R3
3
50
30
R4
3
100
30
Parámetros operacionales
Cada tres días se tomaban muestras del efluente tratado en cada reactor, para
analizar los siguientes parámetros: pH (método electrométrico), alcalinidad total
(método volumétrico estándar) y remoción de materia orgánica (medida como
demanda química de oxígeno, DQO, método volumétrico estándar), de acuerdo con
los métodos estandarizados (APHA et al. 2017). También se cuantificaba el volumen
de biogás producido y el porcentaje de metano en dicho biogás, según Marín et al.
(2002). El porcentaje de inhibición de metano, se calculó con respecto al reactor
control (Castro et al. 2004).
Actividad enzimática
La actividad de la enzima ureasa se cuantificó cada tres días aplicando el método
colorimétrico (λ = 690 nm, espectrofotómetro JENGAY modelo 6405 UV/Vis), de
acuerdo con Kandeler y Gerber (1988). Se pesó 1,0 g de lodo húmedo y se añadieron
4 mL de tampón de borato (pH 10,0) y 0,5 mL de sustrato (solución de urea 0,72 M).
Esta mezcla se incubó bajo agitación constante durante 2 h en un baño de agua a
37,0±0,5 °C. Seguidamente se adicionaron 6 mL de cloruro de potasio (KCl, 1 M), se
agitó durante 30 min y se centrifugó a 3500 rpm por 10 min. Al final, se determinó la
concentración del amonio liberado en el líquido sobrenadante (Kandeler y Gerber
1988; Henríquez et al. 2014). Los resultados se expresan en miligramos por decilitro
(mg/dL).
Efecto del Níquel en la ureasa.
229 Julio Marín et al.
Análisis estadístico de datos
Se realizó un análisis de varianza (ANOVA) de un factor y la prueba a posteriori
de Tukey, con la finalidad de determinar diferencias significativas de las variables
monitoreadas (pH, alcalinidad total, DQO, volumen de biogás y porcentaje de
metano) en relación con las concentraciones de Ni(II) aplicadas, usando el programa
SPSS Statistics versión 20. Como paso previo, se comprobaron tanto la
homogeneidad de las varianzas (prueba de Levene), como la distribución normal de
los residuos (prueba de Shapiro-Wilk). También se efectuó un análisis de
correlaciones de Pearson de la actividad de la ureasa con relación a los parámetros
operacionales de los reactores por carga.
RESULTADOS
Comportamiento de las variables operacionales
Durante los ensayos se observó un ligero aumento de los valores de pH y
alcalinidad total a medida que se incrementaba la concentración de Ni(II). Los valores
medios de pH fueron de 7,41±0,17; 7,46±0,13; 7,52±0,10; 7,67±0,14 y 7,85±0,18;
mientras que los de alcalinidad total se ubicaron en 2777,1±142,2; 2857,0±150,1;
2917,3±106,4; 2986,8±96,4 y 3005,2±186,3 mgCaCO3/L, para el control; 0,5; 10; 50
y 100 mgNi(II)/L, respectivamente. Dichas variaciones fueron significativamente
diferentes (p<0,001).
Las concentraciones finales de materia orgánica (DQO) en los reactores,
por su parte, alcanzaron niveles de 104,2±8,9; 106,5±10,2; 180,9±27,5;
228,8±27,8 y 278,3±11,8 mg/L, con porcentajes de remoción de 96,5±0,3;
96,1±0,4; 94,0±0,9; 92,4±0,9 y 90,7±0,4 %, respectivamente, para el control;
0,5; 10; 50 y 100 mgNi(II)/L (Figura 4). Estas variaciones resultaron
significativamente diferentes (p<0,001), con los menores valores de remoción
en R4 y los mayores en el control y R1 (prueba de Tukey).
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239 230
Figura 4. Variación de la remoción de demanda química de oxígeno (DQO) en los
reactores por carga respecto a las concentraciones de Ni(II) aplicadas. Controld: 0
mgNi(II)/L; R1d: 0,5 mgNi(II)/L; R2c: 10 mgNi(II)/L; R3b: 50 mgNi(II)/L y R4a: 100
mgNi(II)/L. Los subíndices diferentes representan diferencias significativas según
prueba de Tukey (p<0,05).
Variación de actividad de la ureasa
En la Figura 5 se presentan las variaciones de actividad de la ureasa con relación a
las concentraciones de Ni(II) aplicadas, las cuales se caracterizaron por un
decrecimiento significativo (p<0,001), con los siguientes valores medios: 1,21±0,02
(control); 1,18±0,05 (R1); 0,92±0,12 (R2); 0,63±0,18 (R3) y 0,56±0,22 (R4) mg/dL.
Estos niveles de actividad correlacionaron significativamente (p<0,01) con las
magnitudes de Ni(II) (r= −0,813), pH (r= −0,718), alcalinidad total (r= −0,464),
remoción de materia orgánica (r= 0,944), biogás (r= 0,877), metano (r= 0,941) e
inhibición de producción de metano (r= −0,901), de acuerdo con la Tabla 2.
85
88
91
94
97
100
3 6 9 12 15 18 21 24 27 30
Remoción de DQO (%)
Tiempo (días)
Control R1 R2 R3 R4
Efecto del Níquel en la ureasa.
231 Julio Marín et al.
Figura 5. Variación de actividad de la ureasa en los reactores por carga respecto a las
concentraciones de Ni(II) aplicadas. Controlc: 0 mgNi(II)/L; R1c: 0,5 mgNi(II)/L;
R2b: 10 mgNi(II)/L; R3a: 50 mgNi(II)/L y R4a: 100 mgNi(II)/L. Los subíndices
diferentes representan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<0,05).
Tabla 2. Matriz de correlaciones de Pearson para los parámetros operacionales en los
reactores por carga (n= 50).
Variable
Ni(II)
pH
AT
DQO
(final)
Remoción
de DQO
Biogás
Metano
Ureasa
Inhibición
de CH4
Ni(II)
-
0,738*
0,561*
0,903*
–0,903*
–0,834*
–0,895*
–0,813*
0,798*
pH
-
0,688*
0,739*
–0,739*
–0,729*
–0,747*
–0,718*
0,668*
AT
-
0,547*
–0,547*
–0,566*
–0,542*
–0,464*
0,472*
DQO
(final)
-
–1,000*
–0,881*
–0,931*
–0,943*
0,906*
Remoción
de DQO
-
0,880*
0,931*
0,944*
–0,906*
Biogás
-
0,900*
0,877*
–0,800*
Metano
-
0,941*
–0,917*
Ureasa
-
–0,901*
Inhibición
de CH4
-
*: correlación significativa al nivel de 0,01; AT: alcalinidad total; DQO: demanda química de
oxígeno.
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
1,8
3 6 9 12 15 18 21 24 27 30
Actividad de ureasa (mg/dL)
Tiempo (días)
Control R1 R2 R3 R4
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239 232
Producción de biogás y metano
En los reactores por carga se obtuvo una disminución de la producción de biogás y
de metano a medida que se aumentaba la concentración de Ni(II) (diferencias
significativas p<0,001), con tenores de 408,2±11,8; 401,4±15,4; 388,4±14,4;
371,5±10,3 y 347,7±15,7 mL y de 94,4±1,2; 93,4±1,2; 89,8±4,5; 82,4±3,6 y 73,8±8,8
% para el control, R1, R2, R3 y R4, respectivamente (Figuras 6A y 6B). Para el
biogás la prueba de Tukey mostró la conformación de 3 grupos (p<0,05); cuyos
niveles mayores se presentaron en el control y R1, intermedios en R2 y R3, y
menores en R4; de igual manera para el metano (p<0,05), con concentraciones
mayores en el control, R1 y R2, intermedios en R3 y menores en R4.
Figura 6. Variación de los niveles de biogás (A), metano (B) e inhibición de la
producción de metano (C) en los reactores por carga respecto a las concentraciones de
Ni(II) aplicadas. Control: 0 mgNi(II)/L; R1: 0,5 mgNi(II)/L; R2: 10 mgNi(II)/L; R3:
50 mgNi(II)/L y R4: 100 mgNi(II)/L.
A)
B)
C)
Control R1 R2 R3 R4
250
300
350
400
450
500
3 6 9 12 15 18 21 24 27 30
Biogás (mL)
50
60
70
80
90
100
3 6 9 12 15 18 21 24 27 30
Metano (%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
3 6 9 12 15 18 21 24 27 30
Inhibición (%)
Tiempo (días)
Efecto del Níquel en la ureasa.
233 Julio Marín et al.
La inhibición de la producción de metano, por su parte, estuvo en el orden de 0 %
para el control; 0,6±1,1 % para R1; 5,0±4,5 % para R2; 8,2±1,3 % para R3 y 10,5±2,8
% para R4 (Figura 6C), con diferencias significativas entre los valores (p<0,001) y la
conformación de 3 grupos con el control y R1 (bajo); R2 y R3 (medio); y R4 (alto),
según prueba de Tukey (p<0,05).
DISCUSIÓN
El comportamiento de las variables químicas en los reactores anaeróbicos,
particularmente pH y alcalinidad total, garantizaron una capacidad amortiguadora y el
desarrollo de una comunidad microbiana mixta (Speece 1983). Por ejemplo, las
bacterias metanogénicas son extremadamente sensibles al pH con un óptimo entre 6,5
y 7,2; en tanto que los microorganismos fermentativos son menos sensibles y pueden
funcionar en un rango más amplio de pH (4,0 a 8,5); a pH bajo los productos
principales son ácido acético y butírico, mientras que a pH 8,0 se producen
principalmente ácido acético y propiónico (Boe 2006; Appels et al. 2008).
La variación de actividad de la ureasa fue dependiente de los niveles de Ni(II)
aplicados en los reactores (Figura 5), con mayor efecto negativo a 100 mgNi(II)/L
(R4). Al respecto, Tsapekos et al. (2018) no obtuvieron variaciones en la remoción de
materia orgánica (DQO) al aplicar niveles de hasta 10 mgNi/kg de sólidos volátiles en
ensayos de biodegradabilidad anaeróbica de un lodo residual. Similarmente, Vintiloiu
et al. (2013) señalaron que concentraciones entre 8 y 10 mgNi/kg de sólidos totales
son extremadamente beneficiosas para el sistema microbiano en la digestión
anaeróbica, mientras que Miśkowiec y Olech (2020), experimentando con muestras
de suelo, encontraron correlaciones altamente positivas entre la actividad de ureasa, el
contenido de materia orgánica y el contenido de Ni. Además, confirmaron
correlaciones positivas entre la actividad de la ureasa y dos formas geoquímicas de
níquel (activa y residual). En contraste, Chengy Cord-Ruwisch (2013) describieron la
producción sostenible y no estéril de una industria de enzimas utilizando lodos
activados como inóculo, mediante el uso de condiciones selectivas (pH alto, alta
concentración de amoniaco y presencia de urea) con bacterias ureolíticas activas,
fisiológicamente parecidas Sporosarcina pasteurii, en un sistema de biorreactor
continuo (quimiostato), obteniendo concentraciones entre 0 y 21621,6 mg/dL/h
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239 234
(60 µmoles/mL/min) de ureasa, las cuales resultan mucho mayores a las de este
estudio (entre 0,01 y 0,05 mg/dL/h), debido al escalado industrial del proceso descrito
por los autores, donde se maximiza su producción con fines comerciales.
Por otro lado, exposiciones constantes y/o altas concentraciones de Ni también
pueden provocar el desarrollo de resistencia en ciertos grupos microbianos, debido a
(Volesky 1990): i) la capacidad para resistir la presencia de altas concentraciones de
metales en el citoplasma intracelular; es decir, bioacumulación; y ii) la
precipitación/quelación del metal en la matriz exterior de la célula; es decir
bioadsorción, que impide al metal llegar a los componentes intracelulares sensibles.
Por ello, se han conseguido valores de tolerancia extremadamente elevados a metales
y otros compuestos tóxicos en muchas comunidades microbianas, como en el caso del
trabajo realizado por Fang y Hui (1994), quienes encontraron que los metales pesados
inhibían la actividad metanogénica de los gránulos anaeróbicos que degradan el
almidón en el orden Zn >Ni >Cu >Cr >Cd, y que el lodo granular tenía una mayor
resistencia a la toxicidad que el lodo floculante, como resultado de la estructura
estratificada.
Como se ha mencionado anteriormente, el efecto negativo de metales y otras
sustancias tóxicas sobre la eficiencia de remoción de materia orgánica y otras
variables operacionales, en sistemas de tratamiento biológico de aguas residuales, ha
sido ampliamente reportado. En este sentido, Malakahmad et al. (2012) indicaron que
se requiere de al menos 9 d para aclimatar a los microorganismos en un reactor por
carga secuencial, para poder resistir una concentración más alta de níquel; ya que el
incremento de carga del metal condujo a una disminución de la eficiencia de
eliminación de materia orgánica en el sistema, al igual que en este trabajo (Figura 4).
Análogamente, Ashley et al. (1982) establecieron que concentraciones superiores a 1
mgNi(II)/L fueron dañinas al proceso metanogénico, observando que muchas
especies de bacterias hidrolíticas se inhibieron a valores >12 mgNi(II)/L. Las
poblaciones de bacterias amilolíticas y lipolíticas exhibieron un aumento inicial luego
de las adiciones de Ni(II), seguido de un declive significativo del número de células.
Esto sugiere que el aumento de las concentraciones de níquel es capaz de seleccionar
una población de organismos que muestra mayor actividad proteolítica y contrasta
marcadamente con los organismos amilolíticos que son inhibidos consecuentemente.
Efecto del Níquel en la ureasa.
235 Julio Marín et al.
Otro efecto tóxico de la incorporación de níquel en los reactores fue el descenso
en la producción de biogás y de metano (Figura 6A y 6B). En este aspecto, Ashley et
al. (1982) encontraron que los niveles de metano disminuyeron desde 27 hasta 0,25
mL/h para 0,2 y 100 mgNi(II)/L, respectivamente, en un digestor anaeróbico
alimentado con agua residual sintética; cuyo análisis de la producción de metano
develó que los metanógenos son más susceptibles a la toxicidad del níquel en
concentraciones bajas o se intoxican por los productos metabólicos finales de los
organismos degradadores presentes en números más altos de lo habitual, debido a la
selección de níquel. También Castro et al. (2004) reportaron un descenso en la
producción de metano desde 15 hasta 5 mL, aplicando una concentración de 0-2000
mg(Ni)/L durante 24 h en un sistema de reactores anaeróbicos de manto de lodo con
flujo ascendente, para una inhibición entre 0 y 65 %, la cual resulta mayor a la
observada en este estudio (Figura 6C). De esta manera, el decrecimiento en la
producción de biogás y de metano ha sido identificado como un indicador de estrés
durante la digestión anaeróbica, estando relacionado con diversas causas, entre las
que se encuentran: cambios en las condiciones ambientales, tales como pH,
temperatura, potencial de óxido-reducción; disponibilidad de nutrientes y metales
trazas/pesados y/o contaminación y toxicidad. Cuando un sistema de tratamiento
anaeróbico falla debido a la falta de factores ambientales adecuados o al lavado de
biomasa, el sistema puede tardar varios meses en volver a su condición de
funcionamiento normal, debido a la tasa de crecimiento extremadamente lenta de los
metanógenos (Khanal 2008; Mudhoo y Kumar 2013). Zayed y Winter (2000), en un
reactor anaeróbico de lecho fijo, mostraron que se produjo una inhibición del 50 % de
la metanogénesis en presencia de concentraciones ≥60 mgNi(II)/L.
Finalmente, se evidenció el efecto tóxico de Ni(II) sobre el estado fisiológico de
los microorganismos anaerobios presentes en el lodo granular, con declive de
actividad de la ureasa (77,6 % a 100 mgNi(II)/L), inhibición de la producción de
metano (13,3 % a 100 mgNi(II)/L) y afectación del proceso de digestión anaeróbica
en general, lo cual reduce considerablemente la eficiencia de estos sistemas de
tratamiento biológico, repercutiendo en la calidad del efluente final y perturbando el
equilibrio ecológico de los ecosistemas naturales receptores.
Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas
Vol. 55. Nº 2, Julio - Diciembre 2021, Pp. 222-239 236
CONCLUSIONES
La actividad de la ureasa en el lodo anaeróbico granular decrece
considerablemente a medida que aumentan las concentraciones de Ni(II). Durante
este proceso, también se afectan el pH, alcalinidad total, remoción de materia
orgánica y producción de biogás, resultando en el incremento de inhibición de la
producción de metano. Este efecto tóxico del níquel repercute directamente sobre la
estabilidad fisiológica de la comunidad microbiana del lodo, reduciendo la eficiencia
del proceso de digestión anaeróbica e interviniendo negativamente sobre la calidad
del efluente tratado.
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BOLETÍN
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NIVERSITY OF
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REPRODUCTIVE DYNAMICS OF THE CRAB CALLINECTES
DANAE (DECAPODA: PORTUNIDAE) FROM MARGARITA
ISLAND, VENEZUELA.
Idar quijada, Leo Walter González, Nora Eslava y Francisco
Guevara ………………………………………........................................
112
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BREEDING PENAEUS VANNAMEI.
Ángela Zambrano, Rodolfo Panta-Vélez, Juan Vélez, Víctor Dávila,
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134
SPECIES RICHNESS AND COMPOSITION OF CAPITAN CHICO
MANGROVE BIRD, MARACAIBO, VENEZUELA.
Sonsirée Ramírez, Enrique Narváez y Anderson Saras......................
149
WHAT DO WE ABOUT PLOCEUS CUCULLATUS, LONCHURA MALACCA
AND LONCHURA ORYZIVORA IN VENEZUELA?
Cristina Sainz-Borgo……………………………....................................
165
FLORÍSTIC AND ESTRUCTURE OF THE LAGUNA OJO DE
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CEDEÑO MUNICIPALITY, BOLÍVAR STATE,
VENEZUELA.
Wilmer Díaz-Pérez, Nathalit Mojica y Judith Rosales……….………
186
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NEW SPECIES OF PARACYMUS THOMSON, 1867
(COLEOPTERA: HYDROPHILIDAE: LACCOBIINI). PART
II: NEW RECORD FROM VENEZUELA.
Mauricio García……..……………………........................................
199
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ANAEROBIC GRANULAR SLUDGE.
Julio Marín, Karelis Fernández, Laugeny Díaz y Nancy Angulo.......
222
NOTES ON THE TORRIDINCOLIDAE FAMILY IN VENEZUELA
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240
PHANOCERUS GUAQUIRA NEW SPECIE OF ACUÁTIC BEETLE
(COLEOPTERA: ELMIDAE) FROM YARACUY,
VENEZUELA.
María Leal-Duarte, Alfredo Briceño-Santos y José Elí Rincón
Ramírez ……………………………....................................................
254
INSTRUCTIONS FOR AUTHORS………………………..……….………
302