Identificación de Staphylococcus warneri en trucha arcoiris (Oncorhynchus mykiss Walbaum, 1792) mediante espectrometría de masas MALDI–TOF basada en proteómica

Palabras clave: Staphylococcus warneri, MALDI–TOF MS, BBL CrystalTMGP, 16S rRNA, sodA

Resumen

Staphylococcus warneri, un patógeno oportunista, es un agente causante de enfermedades mortales en la cría de la trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss) de gran valor económico para Türkiye. En este estudio, además de los métodos fenotípicos, bioquímicos, histopatológicos y genéticos tradicionales, se utilizó un método de proteómica de alto rendimiento basado en la espectrometría de masas por ionización/desorción láser asistida por matriz (MALDI–TOF MS) para la identificación precisa de S. warneri. Catorce aislados obtenidos de piel, branquias, hígado, bazo y riñón de un total de cincuenta peces enfermos se confirmaron fenotípicamente como S. warneri mediante el sistema de identificación BBL CrystalTMGP. Sólo el 43 % de estos aislados mostraron una amplificación positiva por PCR para el gen 16S rRNA y sodA (superóxido dismutasa A), mientras que el 100 % fueron identificados como S. warneri mediante la técnica MALDI–TOF MS con un alto valor de puntuación de masa (m/z) entre 2.35 y 3.05. A partir de los datos comparativos obtenidos, se concluyó que el análisis de espectrometría de masas MALDI–TOF puede recomendarse para la confirmación definitiva de S. warneri, que mostró similitudes indistinguiblemente cercanas con las secuencias del gen 16S rRNA y los resultados de la PCR sodA. Hasta donde se sabe, éste es el primer informe que valida los resultados de métodos fenotípicos, bioquímicos, genéticos e histológicos mediante la MALDI–TOF y demuestra que se trata de un método de identificación satisfactorio, que proporciona una puntuación de masa elevada (m/z) con una coincidencia del 100 % para una identificación precisa y más rápida de S. warneri. Esta prometedora técnica de diagnóstico puede identificar muchos patógenos bacterianos de peces diferentes, aunque se necesita una base de datos de masas de proteínas más amplia para los organismos acuáticos.

Descargas

La descarga de datos todavía no está disponible.

Citas

Dubois D, Leyssene D, Chacornac JP, Kostrzewa M, Schmit PO, Talon R, Bonnet R, Delmas J. Identification of a variety of Staphylococcus species by matrix–assisted laser desorption ionization–time of flight mass spectrometry. J. Clin. Micro. [Internet]. 2010; 48(3):941-945. doi: https://doi.org/bx4fqr

Regecová I, Vyrostková J, Zigo F, Pipová M, Jevinová P, Demjanová S. Identification of Staphylococcus spp. isolated from food by two methods. J. Micro. Biotech. Food Sci. [Internet]. 2021; 10(4):546-552. doi: https://doi.org/n9rj

Yılmaz DK, Berik N. Phenotypic and genotypic antibiotic resistance of Staphylococcus warneri and Staphylococcus pasteuri isolated from stuffed mussels. Aquat. Sci. Eng. [Internet]. 2024; 39(3):172-178. doi: https://doi.org/n9rm

Rusev V, Rusenova N, Simeonov R, Stratev D. Staphylococcus warneri and Shewanella putrefaciens coinfection in Siberian sturgeon (Acipenser baerii) and Hybrid sturgeon (Huso husoxAcipenser baerii). J. Microbiol. Exp. [Internet]. 2016; 3(1):00078. doi: https://doi.org/n9rp

Prihanto AA, Nursyam H, Dayuti S, Hayati RL, Afifah J, Rachmawati D. Molecular identification of Staphylococcus sp. isolated from catfish (Clarias sp.) and its antibacterial activities. [Internet]. AIP Conf. Proc. 2019; 2120(1):080007. doi: https://doi.org/n9rr

Xiao Z, Xue M, Wu X, Zeng L, Zhu Y, Jiang N, Fan T, Zhou Y. Isolation and identification of Staphylococcus warneri from diseased Coreius guichenoti. Aquac. Rep. [Internet]. 2022; 22:100988. doi: https://doi.org/n9rt

Akaylı T, Urku C, Bozkurt, ER. Determination of co–infection in diseased seven khramulya (Capoeta capoeta). KSÜ Tarım ve Doğa Derg. [Internet]. 2019; 22(6):965-971. doi: https://doi.org/n9rw

Musharrafieh R, Tacchi L, Trujeque J, LaPatra S, Salinas I. Staphylococcus warneri, a resident skin commensal of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) with pathobiont characteristics. Vet. Microbiol. [Internet]. 2014; 169(1-2):80-88. doi: https://doi.org/f5s68w

Metin S, Kubilay A, Onuk E, Didinen E, Yildirim P. First isolation of Staphylococcus warneri from cultured rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) broodstock in Turkey. Bull. Euro. Ass. Fish Pathol. [Internet]. 2014 [cited 20 Aug. 2024]; 34(5):165-174. Available in: https://goo.su/5UdwLG5

Diler Ö, Yılmaz HE, Çağatay IT, Nazıroğlu M, Özil Ö, Kan Ş. Identification and histopathology of Staphylococcus warneri in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Acta Aqua. Turcica. [Internet]. 2023; 19(3):277-288. doi: https://doi.org/n9rz

Gil P, Vivas J, Gallardo CS, Rodriguez LA. First isolation of Staphylococcus warneri, from diseased rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum), in Northwest Spain. J. Fish Dis. [Internet]. 2000; 23(4):295-298. doi: https://doi.org/dt6wz5

Kim J, Hong J, Lim JA, Heu S, Roh E. Improved multiplex PCR primers for rapid identification of coagulase–negative staphylococci. Arch. Microbiol. [Internet]. 2018; 200:73-83. doi: https://doi.org/gcvr8c

Anwer R, Darami H, Almarri FK, Albogami MA, Alahaydib F. MALDI–TOF MS for rapid analysis of bacterial pathogens causing urinary tract infections in the Riyadh Region. Dis. [Internet]. 2022; 10(4):78. doi: https://doi.org/n9r5

Ashfaq MY, Da’na DA, Al–Ghouti, MA. Application of MALDI–TOF MS for identification of environmental bacteria: A review. J. Environ. Manag. [Internet]. 2022; 305(1):114359. doi: https://doi.org/gzm352

Surányi BB, Taczman–Brückner A, Mohácsi–Farkas C, Engelhardt T. Rapid identification of bacteria from agricultural environment using MALDI–TOF MS. Acta Aliment. [Internet]. 2023; 52(1):113-120. doi: https://doi.org/gt7wjh

Böhme K, Fernández–No IC, Pazos M, Gallardo JM, Barros–Velázquez J, Cañas B, Calo–Mata P. Identification and classification of seafood borne pathogenic and spoilage bacteria: 16S rRNA sequencing versus MALDI–TOF MS fingerprinting. Electrophoresis [Internet]. 2013; 34(6):877-887. doi: https://doi.org/f2d2kx

Strejcek M, Smrhova T, Junkova P, Uhlik O. Whole–cell MALDI–TOF MS versus 16S rRNA gene analysis for identification and dereplication of recurrent bacterial isolates. Front. Microbiol. [Internet]. 2018; 9:1294. doi: https://doi.org/gfb5jq

Piamsomboon P, Jaresitthikunchai J, Hung TQ, Roytrakul S, Wongtavatchai J. Identification of bacterial pathogens in cultured fish with a custom peptide database constructed by matrix–assisted laser desorption/ionization time–of–flight mass spectrometry (MALDI–TOF MS). BMC Vet. Res. [Internet]. 2020; 16(52):1-10. doi: https://doi.org/n9r8

Popović NT, Kazazić SP, Bojanić K, Strunjak–Perović I, Čož–Rakovac R. Sample preparation and culture condition effects on MALDI–TOF MS identification of bacteria: A review. Mass Spectron. Rev. [Internet]. 2021; 42(5):1589-1603. doi: https://doi.org/jdrm

Çağatay İT. Use of proteomic–based MALDI–TOF mass spectra for identification of bacterial pathogens in aquaculture: a review. Aquac. Int. [Internet]. 2024; 32:7835-7871. doi: https://doi.org/gt7wjk

Boonstra M, Fouz B, van Gelderen B, Dalsgaard I, Madsen L, Jansson E, Amaro C, Haenen, O. Fast and accurate identification by MALDI–TOF of the zoonotic serovar E of Vibrio vulnificus linked to eel culture. J. Fish Dis. [Internet]. 2023; 46(4):445-452. doi: https://doi.org/n9sd

Puk K, Banach T, Wawrzyniak A, Adaszek L, Ziętek J, Winiarczyk S, Guz L. Detection of Mycobacterium marinum, M. peregrinum, M. fortuitum and M. abscessus in aquarium fish. J. Fish Dis. [Internet]. 2018; 41(1):153-156. doi: https://doi.org/gnccr9

Tütmez ÇS, Özbey Ü, Tanrıverdi ES, Aksu Ö, Otlu B, Özbey G. Identification of Aeromonas species in trout in Tunceli province by MALDI–TOF MS method. J. Popul. Ther. Clin. Pharmacol. [Internet]. 2023; 30(11):e346-e354.doi: https://doi.org/n9sf

Zakrzewski AJ, Zarzecka U, Chajęcka–Wierzchowska W, Zadernowska A. A comparison of methods for identifying Enterobacterales isolates from fish and prawns. Pathogens [Internet]. 2022; 11(4):410. doi: https://doi.org/n9sh

Bridel S, Bourgeon F, Marie A, Saulnier D, Pasek S, Nicolas P, Bernardet JF, Duchaud E. Genetic diversity and population structure of Tenacibaculum maritimum, a serious bacterial pathogen of marine fish: From genome comparisons to high throughput MALDI–TOF typing. Vet. Res. [Internet]. 2020; 51(60):1-17. doi: https://doi.org/n9sm

Kazazić SP, Popović NT, Strunjak–Perović I, Florio D, Fioravanti M, Babić S, Čož–Rakovac R. Fish Photobacteriosis–The importance of rapid and accurate identification of Photobacterium damselae subsp. piscicida. J. Fish Dis. [Internet]. 2019; 42(8):1201-1209. doi: https://doi.org/gt7wjf

Pirollo T, Perolo A, Mantegari S, Barbieri I, Scali F, Alborali GL, Salogni C. Mortality in farmed European eel (Anguilla anguilla) in Italy due to Streptococcus iniae. Acta Vet. Scand. [Internet]. 2023; 65(5):1-8. doi: https://doi.org/n9sp

Pérez–Sancho M, Vela AI, Wiklund T, Kostrzewa M, Domínguez L, Fernández Garayzábal JF. Differentiation of Flavobacterium psychrophilum from Flavobacterium psychrophilum–like species by MALDI–TOF mass spectrometry. Res. Vet. Sci. [Internet]. 2017; 115:345-352. doi: https://doi.org/gcqg9h

Kačániová M, Klūga A, Kántor A, Medo J, Žiarovská J, Puchalski C, Terentjeva M. Comparison of MALDI–TOF MS biotyper and 16S rDNA sequencing for the identification of Pseudomonas species isolated from fish. Microb. Pathog. [Internet]. 2019; 132:313-318. doi: https://doi.org/gk8frm

Jia B, Burnley H, Gardner IA, Saab ME, Doucet A, Hammell KL. Diagnosis of Renibacterium salmoninarum infection in harvested Atlantic salmon (Salmo salar L.) on the east coast of Canada: Clinical findings, sample collection methods and laboratory diagnostic tests. J. Fish Dis. [Internet]. 2023; 46(5):575-589. doi: https://doi.org/n9sq

Torres–Corral Y, Santos Y. Identification and typing of Vagococcus salmoninarum using genomic and proteomic techniques. J. Fish Dis. [Internet]. 2019; 42(4):597-612. doi: https://doi.org/gt7wjd

Liu C, Zhao X, Xie H, Zhang X, Li K, Ma C, Fu Q. Whole genome sequence and comparative genome analyses of multi–resistant Staphylococcus warneri GD01 isolated from a diseased pig in China. PloS One. [Internet]. 2020; 15(5):e0233363. doi: https://doi.org/n9sr

Weinstein MP, Lewis JS. The clinical and laboratory standards institute subcommittee on antimicrobial susceptibility testing: background, organization, functions, and processes. J. Clin. Microbiol. [Internet]. 2020; 58(3):e01864-19. doi: https://doi.org/gmx5zm

Marchesi J, Sato T, Weightman AJ, Martin TA, Fry JC, Hiom SJ, Wade WG. Design and evaluation of useful bacterium–specific PCR primers that amplify genes coding for bacterial 16S rRNA. Appl. Environ. Microbiol. 1998; 64(2):795-799. doi: https://doi.org/grdzdj

Atanasoff A, Urku C. Isolation of Staphylococcus pasteuri in the cultured Russian sturgeon (Acipenser gueldenstaedtii) in Bulgaria. J. Anim. Plant Sci. [Internet]. 2022; 32(4):961-967. doi: https://doi.org/n9ss

Iwase T, Seki K, Shinji H, Mizunoe Y, Masuda S. Development of a real–time PCR assay for the detection and identification of Staphylococcus capitis, Staphylococcus haemolyticus and Staphylococcus warneri. J. Med. Microbiol. [Internet]. 2007; 56(10):1346-1349. doi: https://doi.org/cmckzs

Publicado
2025-03-11
Cómo citar
1.
Yılmaz HE, Çağatay İfakat T, Diler Öznur, Nazıroğlu M, Özil Öznur, Kan Şeydanur. Identificación de Staphylococcus warneri en trucha arcoiris (Oncorhynchus mykiss Walbaum, 1792) mediante espectrometría de masas MALDI–TOF basada en proteómica. Rev. Cient. FCV-LUZ [Internet]. 11 de marzo de 2025 [citado 12 de marzo de 2025];35(1):9. Disponible en: https://mail.produccioncientificaluz.org/index.php/cientifica/article/view/43627
Sección
Medicina Veterinaria